构建目的基因的真核表达载体实战操作
最后更新：2010-5-16 阅读次数：451 【字体：小 中 大】
目的：构建目的基因的真核表达载体
一.PCR 扩增得到目的片段
1. 引物的设计与合成：
这里有很多血与泪的教训。我前后一共送过九个载体测序，其中居然有五个是引物出错。最后一次挑的两个克隆都是上游引物出错（此上游引物40个碱基） ，后来和这家引物公司交涉，他们拿走了我的板子，一次送了五个克隆测序，三个是上游引物出错，两个是正确的克隆，60％的出错率。
现在想想，有几点教训：
(1)尽量避免长引物的合成。越长意味着出错的几率越大，哪家公司都这样
(2)选择一家质量可靠的公司，千万别在这省钱，引物再贵也花不了多少钱，可一轮构建下来，一测序发现引物错了，不知白扔了多少钱不说，那种心情实在是难以收拾
（3）一旦发现引物有问题，及时换公司，我就让他们拿回去又是纯化又是重新合成过，结果还是错，时间咱耽误不起
2.Pfu 酶扩增：
（1）扩增效率低的问题：
往往taq 酶扩的很好，一换成pfu 就是扩不出来。解决办法：a 延长延伸时间(我1.2kb 用3分15秒才扩出来) ，并适当增加循环数;b 多试几家的pfu ，总有一家能扩出来;c 多设计几对引物试试，总有一对能扩出来，因为pfu 有外切活性，可否适当的延长引物的3’互补端；d 构建中间载体：一旦用某一对引物能扩出来，把此目的片段连接t －easy 中间载体，测序正确后，即可以此中间载体做pcr 扩增的模板。实践证明以此中间载体为模板的pfu 扩增效率远远高于以cDNA 为模板。
（2）pfu 保真性的问题：
即使是pfu ，也会出错。现在各家公司都有号称高保真的pfu 酶出售，价格不一。虽然都是pfu ，但质量不不见得一样，在都能扩增出来的情况下，选择信誉好的公司的pfu 。我用的是一家小公司的pfu ，很便宜，100u 才80块钱，但我1.2kb 的片段却频频出错。所以万不可在酶上省那百十块钱，最后花了大钱不说，还浪费了时间精力。
3．cDNA 模板的问题：
在pfu 摸条件这一步往往要耗费大量cDNA 模板，因此在开始要准备足够的cDNA 。100ul ，200ul 都不为过。新提取的RNA 证明很好的话，就再多逆转录几管，我的RNA 在－80℃放了两个月再逆转录就扩增不出目的片段了。当然这其中可能有很多原因，酶的问题，RNA 的降解等等，但是当你做PCR 做到很烦的时候，发现cDNA 模板不够了，又重新养细胞提RNA 是一件非常痛苦的事情。
二．酶切的问题：
用于构建的酶切一定要非常充分！
新买回来的酶要分装，用于“酶切后回收”和“酶切鉴定”的酶要分开。因为用于“酶切鉴定”时，只要能切出来就行了，而用于“酶切后回收再做连接”的酶一定要保证切的充分，才能提高连接效率，更重要的是减少筛选时的麻烦！我有一段时间连挑了三十多个克隆都是空载体，当然一方面怪我没有做载体自连的阴性对照，及时发现这一问题，另一方面酶反复从冰箱拿出来活性下降酶切效率降低，导致大量的载体自身连接。我觉得内切酶这东西还是挺娇气的，所以还是建议大家新酶分装，用于“酶切鉴定”的可稍放松，用于“酶切后回收”的酶一定要尽量减少冻融次数，并尽量减少在室温放置的时间。
三．PCR 产物直接酶切：
我设计引物时保护碱基时随意的在酶切位点两侧加上了两三个g 或者c 的组合，做到后来才知道加保护碱基也是有说法的，不同的保护碱基会影响酶切的效率。以我随意加上的保护碱基，理论上酶切效率将极低。但做下来，前后酶切了四条不同的PCR 产物，我并没有再这一步上遇到问题，我一般37℃切30到35个小时，酶切效率都不错。可见关于保护碱基的问题并不是那么绝对。
四．连接：
再这一步上我最深刻的教训就是关于做对照的问题。
第一次酶切的载体做载体自连的阴性对照，仅长出了几个克隆。为了省事，以后都省去了这一步。有两周，我连续做了两轮酶切连接筛选，总共挑了三十多个克隆，居然全是空载体！这时再补一个载体自连对照，满板子都是菌落。再换两支新酶重新切载体，回收后再自连，板子上仅有几个菌落。为了省一点小事费了大力气，后悔莫及。从此以后，认认真真做对照。 另外，关于连接，我是用电泳的方法大概确定载体和目的片段浓度，然后一1：5－8左右的比例配连接体系，感觉还不错。
五．粗筛：
有很多种方法，我主要用过两种：碱裂解粗提质粒后酶切，费时费力，但准确性高PCR ，简单省事，但易出现假阳性。
相比之下，我更倾向于PCR 。操作过程中小心一点，尽量避免各克隆之间的污染，我还习惯于加厚厚一层石蜡油，一般的我还没有遇到假阳性的情况。提示：本文构建目的基因的真核表达载体实战操作属于PCR 技术文章，主要介绍真核表达载体、目的基因方面的知识，内容仅供学习交流与参考，不代表中生网的观点。
原文地址:http://www.seekbio.com/biotech/exp/PCR/2010/a81063667.html
引物假酶切位点 （转载）
收录于2010-04-13 阅读数： 公众公开
我也要收藏
把设计引物如何设计酶切位点这方面的帖子整理一下，因为昨天一下子看到三个相似问题。原帖如下：我想向你求教一个问题, 假如说我想把胰岛素基因和腺病毒载体连接起来, 如何确定设计目的基因PCR 时的引物呢? 和相应的限制性核酸内切酶呢? 谢谢老师能给予讲解, 谢谢 [整理]：最初的时候，由于害怕设计酶切位点最后且不开，所以经常采用最通用的方法，用T 载体克隆解决问题，但后来发现她也有问题，就是浓度提不上去，你需要体大量的载体来酶切，所以感到还是直接扩增好一点。但这就需要你仔细设计引物。连入质粒中的重要目的就是进行酶切和连接，当然首先就是在想要合成或者是进行PCR 扩增出靶基因的时候在核酸的两端接入酶切位点，酶切位点是与你的质粒的特点相关的，可以在质粒的图谱说明书上找取相应的位点，进行设计。 （一）设计引物前应做的准备工作： 准备载体图谱，大致准备把片断插在那个部分 对片断进行酶切分析，确定一下那些酶切位点不能用 准备一本所买公司的酶的商品目录，便于查酶的各种数据及两种酶是否可以配用 （二）设计引物所要考虑的问题 两个位点应是载体上的，，所连接片断上没有这两个位点，且距离不能太近，往往导致两个酶都切不好。因此，紧挨在一起，只能切一个，除非恰好是与上面两个酶在一起的酶切位点。我看promega 的说明书上说，最好隔四个。还有一种情况是：不能有碱基的交叉，比如AGATCTTAAG ，这样的位点比较难切。 两个酶切点最好不要是同尾酶（切
下来的残基不要互补），否则效果相当于单酶切。 最好使用酶切效率高的。 最好使用双酶切有共同buffer 的酶。 最好使用较常用的酶（如hind3，bamh1，ecor1等），最好使用自己实验室有的酶，这样可以省钱。 Tm 的计算，关于Tm 的问题，很多的战友都有疑惑。其实园子里有很多的解释了。 Tm 叫溶解温度（melting temperature, Tm），即是DNA 双链溶解所需的温度。大家可以理解，这个温度是由互补的DNA 区域决定的，而不互补的区域对DNA 的溶解是没有作用的。因此，对于引物的Tm ，只有和模板互补的区域对Tm 才有贡献。计算Tm 时，只计算互补的区域（除非你的酶切位点也与模板互补）。不少战友设计的引物都Tm 过低，是因为他们误把保护碱基和酶切位点都计算到Tm 里了，最后的结果是导致了PCR 反应的诸多困难。所以，设计引物的时候，先不管5' 端的修饰序列，把互补区的Tm 控制在55度以上（我喜欢控制在58以上，具体根据PCR 的具体情况，对于困难的PCR ，需要适当提高Tm ），再加上酶切位点和保护碱基，这样的引物通常都是可用的，即使有小的问题，也可以挽回。Tm 温度高的引物就比较容易克服3‘发卡、二聚体及3' 非特异结合等问题。简单的计算公式可以用2+4的公式。若你计算的Tm 值达到了快90 ，不包括酶切位点。引物公司给你发的单子是包括酶切位点的。自己可以再估计一下。如你设计了带酶切位点的引物，总长分别为29、33个碱基，去掉酶切位点和保护碱基，分别为17、21个碱基。引物公司给的单子是70多度，实际用的只有50度，用55度扩的结果也差不多。 其它关于Tm 值的计算，有用PP5.0进行评价的，需要考虑的参数包括：base number、GC%、Tm 、hairpin 、dimer 、false priming、cross dimer。退一般退火温度为Tm-5度，退火温度的计算可以不把加入的酶切位点及保护碱基考虑进去，如上所言，PCR 几个循环后，引物外侧的序列已经参入了扩增片断中，所以你可以在预变性后多加几步，温度比你Tm 值低些（这样可能会增加非特异性），Tm 值是你包括酶切位点及保护碱基的Primer 计算出来的。1. 一般在5' 端加保护碱基, 如果你扩增后把目的条带做胶回收转入T-VECTOR 或者其它的载体的话, 酶切时可以不需加保护碱基2. 有人的经验加入酶切位点的引物可以和未加入时使用相同的退火温度, 结果也还是令人满意。 关于引物二聚体，最好用primer 或是其他设计引物的软件进行计算一下，看看引物之间的△G （自由能）的绝对值，如果小于10，一般是问题的。如果稍大，PCR 时可以提高一下退火温度，一般是没有问题的。如果3’端形成二聚体，并且自由能绝对值较大，如果PCR 没有条带，建议重新设计引物。此外，所加的三个核苷酸的保护序列经过尽心设计有时也可以降低二聚体的△G 。 在设计酶切位点时，最好能尽可能多的利用引物本身的碱基。这是因为，一个特异性引物一般都是20bp 左右，再加上酶切位点序列和保护性碱基，大致就是28bp 左右了。而我们在设计退火温度时，与引物的长度有关，比正常的引物(20bp) 的Tm 肯定要高一些。如果我们能利用引物自身的部分序列，就可以有效地减少引物的长度。还有，有些酶是离不开末端序列的，因此，在设计一个酶位点时，最好把该酶的性质弄清楚 设计时限制性酶切位点是应该在5’端的顶端。在设计引物时，常在5‘端添加酶切位点，以利于PCR 产物连接到载体。 设计引物时保证在最后5个核苷中含有3个A 或T 。先用软件设计出合适的引物，引物的3’端是引发延伸的起点，因此一定要与模板准确配对，应尽量避免在引物3’端的第一位碱基是A 。（容易错配）引物3’端最佳碱基的选择是G 和C ，因为他们形成的碱基配对比较稳定。目的序列上
并不存在的附加序列，如限制位点和启动子序列，可以加入到引物5' 端而不影响特异性。当计算引物Tm 值时并不包括这些序列，但是应该对其进行互补性和内部二级结构的检测。 酶切位点都需要保护碱基以利于内切酶的有效切割。酶切位点前加保护碱基 1，两个酶切点至少隔上3个碱基，在做载体构建的时候设计引物扩增片段进行定向连接，除了酶切位点，还要在两端加一个三个核苷酸的保护序列，否则PCR 产物很难被酶切，因此就会导致连接失败，因为内切酶需要一定的辅助性碱基才能顺利切割，在没有辅助碱基的情况下，有的酶是可以切割的，比如：SalI 和SpeI ，他们不需要辅助性碱基即可切割，但大部分酶是需要辅助性碱基的。所以引物顺序应是：5’—保护碱基+酶切位点+引物配对区—3’ 下面是几个战友的讨论，请问：在引物的5‘端加限制酶切位点，只在酶切位点的5‘端加保护碱基可以吗？还是必须要在酶切位点的两侧加保护碱基？ 是的，只要在5‘端加保护碱基可以了。其实保护碱基就是要给限制性内切酶一个结合位点，3‘端还有更长的引物序列在，当然不需要再加保护碱基了， 下面就来讨论一下这个问题：（下面引自NEB 网站） 1、寡核苷酸近末端位点的酶切为了解不同内切酶对识别位点以外最少保护碱基数目的要求，NEB 采用了一系列含识别序列的短双链寡核苷酸作为酶切底物进行实验。（这里用的是寡核苷酸！！而不是末端带酶切位点的肽链！）实验结果对于确定双酶切顺序将会有帮助（比如在多接头上切割位点很接近时），或者当切割位点靠近DNA 末端时也很有用。然后NEB 就提供了一个表，关于链长和切割效率的。我觉得这只能说明酶在作用于识别位点时所需占据的链长，并不能说明在设计酶切位点时要加那么长的保护碱基，比如我用的NotI ，要加10个碱基，切25个小时才95％的效率，这还是用了20倍的酶量！我师姐只加了4个碱基，也没见出现问题。 2、线性载体近末端位点的酶切将线性载体与相应内切酶（10 units/μg）在适宜温度及缓冲液条件下反应60分钟，随后进行连接和转化。切割效率=100%-(酶切产物转化子数/再连接产物转化子数)"" 近末端碱基对数" 指的是从识别位点到DNA 末端的碱基对数，但并不包括最初切割位点处留下的单链突出碱基。（解释一下：就像下面这个例子EcoRI 酶切位点 NNNG AATTC NNC TTAAG 它的近末端碱基对数就是3，而不是4）还没有证据表明单链核苷酸能否提高切割效率，因此在设计PCR 引物时应至少加上4个额外碱基。 Not I 7 100 (2) Bluescript SK- Spe I 4 100 (1) Bluescript SK-Ksp I 1 98 (2) Bluescript SK Xba I
构建目的基因的真核表达载体实战操作
最后更新：2010-5-16 阅读次数：451 【字体：小 中 大】
目的：构建目的基因的真核表达载体
一.PCR 扩增得到目的片段
1. 引物的设计与合成：
这里有很多血与泪的教训。我前后一共送过九个载体测序，其中居然有五个是引物出错。最后一次挑的两个克隆都是上游引物出错（此上游引物40个碱基） ，后来和这家引物公司交涉，他们拿走了我的板子，一次送了五个克隆测序，三个是上游引物出错，两个是正确的克隆，60％的出错率。
现在想想，有几点教训：
(1)尽量避免长引物的合成。越长意味着出错的几率越大，哪家公司都这样
(2)选择一家质量可靠的公司，千万别在这省钱，引物再贵也花不了多少钱，可一轮构建下来，一测序发现引物错了，不知白扔了多少钱不说，那种心情实在是难以收拾
（3）一旦发现引物有问题，及时换公司，我就让他们拿回去又是纯化又是重新合成过，结果还是错，时间咱耽误不起
2.Pfu 酶扩增：
（1）扩增效率低的问题：
往往taq 酶扩的很好，一换成pfu 就是扩不出来。解决办法：a 延长延伸时间(我1.2kb 用3分15秒才扩出来) ，并适当增加循环数;b 多试几家的pfu ，总有一家能扩出来;c 多设计几对引物试试，总有一对能扩出来，因为pfu 有外切活性，可否适当的延长引物的3’互补端；d 构建中间载体：一旦用某一对引物能扩出来，把此目的片段连接t －easy 中间载体，测序正确后，即可以此中间载体做pcr 扩增的模板。实践证明以此中间载体为模板的pfu 扩增效率远远高于以cDNA 为模板。
（2）pfu 保真性的问题：
即使是pfu ，也会出错。现在各家公司都有号称高保真的pfu 酶出售，价格不一。虽然都是pfu ，但质量不不见得一样，在都能扩增出来的情况下，选择信誉好的公司的pfu 。我用的是一家小公司的pfu ，很便宜，100u 才80块钱，但我1.2kb 的片段却频频出错。所以万不可在酶上省那百十块钱，最后花了大钱不说，还浪费了时间精力。
3．cDNA 模板的问题：
在pfu 摸条件这一步往往要耗费大量cDNA 模板，因此在开始要准备足够的cDNA 。100ul ，200ul 都不为过。新提取的RNA 证明很好的话，就再多逆转录几管，我的RNA 在－80℃放了两个月再逆转录就扩增不出目的片段了。当然这其中可能有很多原因，酶的问题，RNA 的降解等等，但是当你做PCR 做到很烦的时候，发现cDNA 模板不够了，又重新养细胞提RNA 是一件非常痛苦的事情。
二．酶切的问题：
用于构建的酶切一定要非常充分！
新买回来的酶要分装，用于“酶切后回收”和“酶切鉴定”的酶要分开。因为用于“酶切鉴定”时，只要能切出来就行了，而用于“酶切后回收再做连接”的酶一定要保证切的充分，才能提高连接效率，更重要的是减少筛选时的麻烦！我有一段时间连挑了三十多个克隆都是空载体，当然一方面怪我没有做载体自连的阴性对照，及时发现这一问题，另一方面酶反复从冰箱拿出来活性下降酶切效率降低，导致大量的载体自身连接。我觉得内切酶这东西还是挺娇气的，所以还是建议大家新酶分装，用于“酶切鉴定”的可稍放松，用于“酶切后回收”的酶一定要尽量减少冻融次数，并尽量减少在室温放置的时间。
三．PCR 产物直接酶切：
我设计引物时保护碱基时随意的在酶切位点两侧加上了两三个g 或者c 的组合，做到后来才知道加保护碱基也是有说法的，不同的保护碱基会影响酶切的效率。以我随意加上的保护碱基，理论上酶切效率将极低。但做下来，前后酶切了四条不同的PCR 产物，我并没有再这一步上遇到问题，我一般37℃切30到35个小时，酶切效率都不错。可见关于保护碱基的问题并不是那么绝对。
四．连接：
再这一步上我最深刻的教训就是关于做对照的问题。
第一次酶切的载体做载体自连的阴性对照，仅长出了几个克隆。为了省事，以后都省去了这一步。有两周，我连续做了两轮酶切连接筛选，总共挑了三十多个克隆，居然全是空载体！这时再补一个载体自连对照，满板子都是菌落。再换两支新酶重新切载体，回收后再自连，板子上仅有几个菌落。为了省一点小事费了大力气，后悔莫及。从此以后，认认真真做对照。 另外，关于连接，我是用电泳的方法大概确定载体和目的片段浓度，然后一1：5－8左右的比例配连接体系，感觉还不错。
五．粗筛：
有很多种方法，我主要用过两种：碱裂解粗提质粒后酶切，费时费力，但准确性高PCR ，简单省事，但易出现假阳性。
相比之下，我更倾向于PCR 。操作过程中小心一点，尽量避免各克隆之间的污染，我还习惯于加厚厚一层石蜡油，一般的我还没有遇到假阳性的情况。提示：本文构建目的基因的真核表达载体实战操作属于PCR 技术文章，主要介绍真核表达载体、目的基因方面的知识，内容仅供学习交流与参考，不代表中生网的观点。
原文地址:http://www.seekbio.com/biotech/exp/PCR/2010/a81063667.html
引物假酶切位点 （转载）
收录于2010-04-13 阅读数： 公众公开
我也要收藏
把设计引物如何设计酶切位点这方面的帖子整理一下，因为昨天一下子看到三个相似问题。原帖如下：我想向你求教一个问题, 假如说我想把胰岛素基因和腺病毒载体连接起来, 如何确定设计目的基因PCR 时的引物呢? 和相应的限制性核酸内切酶呢? 谢谢老师能给予讲解, 谢谢 [整理]：最初的时候，由于害怕设计酶切位点最后且不开，所以经常采用最通用的方法，用T 载体克隆解决问题，但后来发现她也有问题，就是浓度提不上去，你需要体大量的载体来酶切，所以感到还是直接扩增好一点。但这就需要你仔细设计引物。连入质粒中的重要目的就是进行酶切和连接，当然首先就是在想要合成或者是进行PCR 扩增出靶基因的时候在核酸的两端接入酶切位点，酶切位点是与你的质粒的特点相关的，可以在质粒的图谱说明书上找取相应的位点，进行设计。 （一）设计引物前应做的准备工作： 准备载体图谱，大致准备把片断插在那个部分 对片断进行酶切分析，确定一下那些酶切位点不能用 准备一本所买公司的酶的商品目录，便于查酶的各种数据及两种酶是否可以配用 （二）设计引物所要考虑的问题 两个位点应是载体上的，，所连接片断上没有这两个位点，且距离不能太近，往往导致两个酶都切不好。因此，紧挨在一起，只能切一个，除非恰好是与上面两个酶在一起的酶切位点。我看promega 的说明书上说，最好隔四个。还有一种情况是：不能有碱基的交叉，比如AGATCTTAAG ，这样的位点比较难切。 两个酶切点最好不要是同尾酶（切
下来的残基不要互补），否则效果相当于单酶切。 最好使用酶切效率高的。 最好使用双酶切有共同buffer 的酶。 最好使用较常用的酶（如hind3，bamh1，ecor1等），最好使用自己实验室有的酶，这样可以省钱。 Tm 的计算，关于Tm 的问题，很多的战友都有疑惑。其实园子里有很多的解释了。 Tm 叫溶解温度（melting temperature, Tm），即是DNA 双链溶解所需的温度。大家可以理解，这个温度是由互补的DNA 区域决定的，而不互补的区域对DNA 的溶解是没有作用的。因此，对于引物的Tm ，只有和模板互补的区域对Tm 才有贡献。计算Tm 时，只计算互补的区域（除非你的酶切位点也与模板互补）。不少战友设计的引物都Tm 过低，是因为他们误把保护碱基和酶切位点都计算到Tm 里了，最后的结果是导致了PCR 反应的诸多困难。所以，设计引物的时候，先不管5' 端的修饰序列，把互补区的Tm 控制在55度以上（我喜欢控制在58以上，具体根据PCR 的具体情况，对于困难的PCR ，需要适当提高Tm ），再加上酶切位点和保护碱基，这样的引物通常都是可用的，即使有小的问题，也可以挽回。Tm 温度高的引物就比较容易克服3‘发卡、二聚体及3' 非特异结合等问题。简单的计算公式可以用2+4的公式。若你计算的Tm 值达到了快90 ，不包括酶切位点。引物公司给你发的单子是包括酶切位点的。自己可以再估计一下。如你设计了带酶切位点的引物，总长分别为29、33个碱基，去掉酶切位点和保护碱基，分别为17、21个碱基。引物公司给的单子是70多度，实际用的只有50度，用55度扩的结果也差不多。 其它关于Tm 值的计算，有用PP5.0进行评价的，需要考虑的参数包括：base number、GC%、Tm 、hairpin 、dimer 、false priming、cross dimer。退一般退火温度为Tm-5度，退火温度的计算可以不把加入的酶切位点及保护碱基考虑进去，如上所言，PCR 几个循环后，引物外侧的序列已经参入了扩增片断中，所以你可以在预变性后多加几步，温度比你Tm 值低些（这样可能会增加非特异性），Tm 值是你包括酶切位点及保护碱基的Primer 计算出来的。1. 一般在5' 端加保护碱基, 如果你扩增后把目的条带做胶回收转入T-VECTOR 或者其它的载体的话, 酶切时可以不需加保护碱基2. 有人的经验加入酶切位点的引物可以和未加入时使用相同的退火温度, 结果也还是令人满意。 关于引物二聚体，最好用primer 或是其他设计引物的软件进行计算一下，看看引物之间的△G （自由能）的绝对值，如果小于10，一般是问题的。如果稍大，PCR 时可以提高一下退火温度，一般是没有问题的。如果3’端形成二聚体，并且自由能绝对值较大，如果PCR 没有条带，建议重新设计引物。此外，所加的三个核苷酸的保护序列经过尽心设计有时也可以降低二聚体的△G 。 在设计酶切位点时，最好能尽可能多的利用引物本身的碱基。这是因为，一个特异性引物一般都是20bp 左右，再加上酶切位点序列和保护性碱基，大致就是28bp 左右了。而我们在设计退火温度时，与引物的长度有关，比正常的引物(20bp) 的Tm 肯定要高一些。如果我们能利用引物自身的部分序列，就可以有效地减少引物的长度。还有，有些酶是离不开末端序列的，因此，在设计一个酶位点时，最好把该酶的性质弄清楚 设计时限制性酶切位点是应该在5’端的顶端。在设计引物时，常在5‘端添加酶切位点，以利于PCR 产物连接到载体。 设计引物时保证在最后5个核苷中含有3个A 或T 。先用软件设计出合适的引物，引物的3’端是引发延伸的起点，因此一定要与模板准确配对，应尽量避免在引物3’端的第一位碱基是A 。（容易错配）引物3’端最佳碱基的选择是G 和C ，因为他们形成的碱基配对比较稳定。目的序列上
并不存在的附加序列，如限制位点和启动子序列，可以加入到引物5' 端而不影响特异性。当计算引物Tm 值时并不包括这些序列，但是应该对其进行互补性和内部二级结构的检测。 酶切位点都需要保护碱基以利于内切酶的有效切割。酶切位点前加保护碱基 1，两个酶切点至少隔上3个碱基，在做载体构建的时候设计引物扩增片段进行定向连接，除了酶切位点，还要在两端加一个三个核苷酸的保护序列，否则PCR 产物很难被酶切，因此就会导致连接失败，因为内切酶需要一定的辅助性碱基才能顺利切割，在没有辅助碱基的情况下，有的酶是可以切割的，比如：SalI 和SpeI ，他们不需要辅助性碱基即可切割，但大部分酶是需要辅助性碱基的。所以引物顺序应是：5’—保护碱基+酶切位点+引物配对区—3’ 下面是几个战友的讨论，请问：在引物的5‘端加限制酶切位点，只在酶切位点的5‘端加保护碱基可以吗？还是必须要在酶切位点的两侧加保护碱基？ 是的，只要在5‘端加保护碱基可以了。其实保护碱基就是要给限制性内切酶一个结合位点，3‘端还有更长的引物序列在，当然不需要再加保护碱基了， 下面就来讨论一下这个问题：（下面引自NEB 网站） 1、寡核苷酸近末端位点的酶切为了解不同内切酶对识别位点以外最少保护碱基数目的要求，NEB 采用了一系列含识别序列的短双链寡核苷酸作为酶切底物进行实验。（这里用的是寡核苷酸！！而不是末端带酶切位点的肽链！）实验结果对于确定双酶切顺序将会有帮助（比如在多接头上切割位点很接近时），或者当切割位点靠近DNA 末端时也很有用。然后NEB 就提供了一个表，关于链长和切割效率的。我觉得这只能说明酶在作用于识别位点时所需占据的链长，并不能说明在设计酶切位点时要加那么长的保护碱基，比如我用的NotI ，要加10个碱基，切25个小时才95％的效率，这还是用了20倍的酶量！我师姐只加了4个碱基，也没见出现问题。 2、线性载体近末端位点的酶切将线性载体与相应内切酶（10 units/μg）在适宜温度及缓冲液条件下反应60分钟，随后进行连接和转化。切割效率=100%-(酶切产物转化子数/再连接产物转化子数)"" 近末端碱基对数" 指的是从识别位点到DNA 末端的碱基对数，但并不包括最初切割位点处留下的单链突出碱基。（解释一下：就像下面这个例子EcoRI 酶切位点 NNNG AATTC NNC TTAAG 它的近末端碱基对数就是3，而不是4）还没有证据表明单链核苷酸能否提高切割效率，因此在设计PCR 引物时应至少加上4个额外碱基。 Not I 7 100 (2) Bluescript SK- Spe I 4 100 (1) Bluescript SK-Ksp I 1 98 (2) Bluescript SK Xba I