-植物水孔蛋白最新研究进展

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2010, 37(1):29~35

www.pibb.ac.cn

植物水孔蛋白最新研究进展*

李红梅

万小荣何生根**

(仲恺农业工程学院生命科学学院，广州510225)

摘要水孔蛋白(aquaporin，AQP) 是高效转运水分子的膜内在蛋白，具有丰富的多样性，在调控植物的水分关系中有重要作

用．介绍了AQP 的分类、结构特征及其在植物生长发育过程中的多种生理功能和AQP 活性的各种调控方式．综述了水分胁迫和盐胁迫等逆境条件及脱落酸、赤霉素和乙烯等植物激素对AQP 基因表达调控等方面的研究进展．关键词水孔蛋白(AQP)，结构特征，水分运输，活性调节，基因表达学科分类号

Q946.1，Q51

DOI:10.3724/SP.J.1206.2009.00295

水孔蛋白(aquaporin，AQP) 是指细胞膜上能选择性地高效转运水分子的膜内在蛋白，属于MIP (majorintrinsic protein) 超家族，分子质量在23～31ku [1]．1988年，Agre 研究小组最先从人红细胞质膜中分离得到水孔蛋白CHIP28蛋白，即AQP1[2]．1992年他们在爪蟾卵母细胞表达系统中对所得蛋白质进行功能鉴定，第一次从分子水平证实细胞膜上存在蛋白质介导的水分跨膜转运[3]．1993年，Maurel 等[4]从拟南芥中分离得到第一个植物水孔蛋白γ-TIP ．迄今，已在真细菌、古生菌、真菌、动物和植物等几乎所有生物中发现AQP [5]．AQP 的发现及其结构和功能的研究，为人们从分子水平认识和阐明细胞内水分运输及其调控的分子机制奠定了基础．本文着重就植物AQP 的多样性与分类、结构特征、生理功能、活性调节及基因表达调控等方面的最新研究进展作简要综述．

植物AQP 分为5类(表1) ：质膜内在蛋白(plasmamembrane intrinsic proteins ，PIPs) 位于质膜上，分为PIP1、2、3三个亚类；液泡膜内在蛋白(tonoplastintrinsic proteins ，TIPs) 处于液泡膜上，分为α、β、γ、δ和ε-TIP 五个亚类；类Nod26膜内在蛋白(nodulin26-like intrinsic proteins ，NIPs) 存在于根瘤菌和豆科植物的共生膜上；小分子碱性膜内在蛋白(smalland basic intrinsic proteins ，SIPs) ，分为SIP1和SIP2二个亚类；以及类GlpF(glycerolfacilitator) 膜内在蛋白(GlpF-likeintrinsic proteins ，GIPs) [8－10]．

Table 1

Classification, cell localization and transport selectivity of plant aquaporins

表1植物AQP 的分类、细胞定位和运输选择性

基因类型PIPs TIPs NIPs SIPs GIPs

亚类PIP1、PIP2和PIP3

细胞定位质膜

运输选择性水、CO 2、甘油和甘氨酸

1植物AQP 的分类

AQP 在植物中分布广泛，具有丰富的多样

液泡膜水、氨水、尿素和H 2O 2α、β、γ、δ和εTIP

NOD26和LIP2质膜、细胞内膜水、甘油、尿素、硼酸

和硅等

SIP1和SIP2Pp GIP1-1

内质网可能在质膜

水及其他小分子甘油，对水没有或只有极低的通透性

性．到目前为止，在拟南芥、烟草、菠菜、马铃

薯、胡萝卜、玉米、水稻等许多植物中都发现了AQP [1,5]．AQP 是由多基因家族编码的．在拟南芥中已发现有35个基因编码AQP ，而玉米和水稻中也存在33个AQP 基因[1,6]．最近在非维管束植物球蒴藓(Physcomitrella patens ) 中发现有23个AQP 基因[7]．

根据氨基酸序列的同源性及结构特征，通常将

*国家自然科学基金资助项目(30771519，30800077), 教育部留学回国人员科研启动基金资助项目(2007-1108)和广东省自然科学基金资助重点项目([**************]2).**通讯联系人.

Tel:020-89013226, E-mail:[email protected]收稿日期：2009-05-06，接受日期：2009-11-19

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生物化学与生物物理进展大部分PIP 和TIP 都属于水选择性通道蛋白，NIP 则能同时介导水和甘油等多种小分子的跨膜运输．除了NOD26，大部分NIP 对水的通透性较差[5]．SIPs 是植物AQP 中的最小家族，其N 端极短，C 端可能存在内质网膜定位信号[11]．在酵母中表达时，SIP1表现出水通道的活性，而SIP2则可能是其他小分子或离子的运输通道[11]

．GIPs 是在苔藓植物球蒴藓中发现的甘油特异性AQP ，类似于大肠杆菌中的细菌甘油转运通道(Escherichia coli

glycerol facilitator ，Ec GlpF) ．系统发育分析表明[8]，与Ec GlpF 具有高度相似性的Pp GIP1-1是通过细菌的甘油转运通道基因的水平转移而来，并通过Pp GIP1-1在爪蟾卵母细胞中的表达进一步证实，其对甘油有很高的通透性，而对水没有或者只有极低的通透性．

最近，Danielson 和Johanson [7]分析苔藓植物球蒴藓全基因组时发现23个AQP 基因，它们分别属于已知的PIPs 、TIPs 、NIPs 、SIPs 和GIPs 五类AQP 以及HIP(hybridintrinsic proteins) 和XIPs(Xintrinsic proteins ，XIPs) 两个新类别．目前，HIP 仅见于球蒴藓中，而XIPs 除存在于球蒴藓中之外，还在蓖麻(Ricinus communis ) 、毛果杨(Populus trichocarpa ) 、茄属的Solanum lycopersicu 和柑橘属的Citrus clementina 等双子叶植物中发现．据此，植物AQP 的最新分类被扩展到7类[5,7]．另外，他们的研究还表明，早期陆生植物的MIP 超家族是一个多样性丰富的家族，祖先植物可能具有在现存苔藓中发现的MIP 超家族的7类AQP ．高等植物在进化过程中GIP 和HIP 丢失，随后XIP 在单子叶植物的进化中丢失(图1) ．

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2AQP 的结构特征

AQP 家族都具有高度保守的结构特征[12－13]．AQP 以四聚体形式存在，而每个单体形成独立的水通道[9]．每个AQP 单体都含有由5个短环(loop)相连的6个亲水的跨膜α螺旋．N 端和C 端伸入细胞质，B 、D 环位于细胞内，A 环、C 环及E 环在细胞外[13](图2) ．其一级结构呈内部同源性，即它的N 端及C 端的氨基酸具同源性，以对称形式存在，这被推测为是基因内部扩增而成．B 环和E 环各含有高度保守的氨基酸序列：天冬酰氨-脯氨酸-丙氨酸(Asn-Pro-Ala，NPA) ．已知序列的MIP 蛋白中几乎均具有该结构域．胞内的B 环和胞外的E 环各自形成半个跨膜螺旋，并围绕成腔型使NPA 折叠形成狭窄的水孔，形成“水漏模型”(hour-glassmodel) 参与AQP 的活性调控[13]．大多数AQP 均有一个对Hg 2+敏感的残基Cys189，其邻近的NPA 结构域结合Hg 2+后水孔受阻塞，因此常用HgCl 2研究AQP 的通透性．

到目前为止，人们已经获得了18个AQP 的结构特征，为AQP 对水和其他溶质的通透机制提供了精细的信息[9]．T 觟rnroth-Horsefield 等[13]获得菠菜(Spinacia oleracea ) So PIP2;1在关闭和开放状态下的X 衍射结构，分辨率分别为2.1魡和3.9魡．在关闭构象中D 环从胞质端盖在通道上方，从而封闭水通道，在开放构象中D 环位移16魡而打开水通道

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3AQP 在植物生长发育中的功能

3．1水分和其他小分子的跨膜转运

迄今，已发现AQP 几乎存在于植物各个器官和组织中，并发现AQP 优先在维管束组织、导管、木质部薄壁细胞和韧皮部等涉及水分运输的相关细胞和组织中表达，表明AQP 对植物体内水分的运输具有重要作用[1,14－15]．根吸收的水分经过凯氏带进入导管，茎、叶又从导管中获取水分，这些生理过程都有AQP 的参与．目前，关于AQP 在水分运输中的重要作用已有较多综述[1,5, 9]，这里不再细述.

植物AQP 除了转运水分进出细胞，还可以运输许多其他小分子物质[10]．与动物、细菌的水甘油通道蛋白相似，许多植物的AQP 能够转运中性小分子甘油[16]、H 2O 2[17]、尿素[18]、NH 3[19]、CO 2[20]、硅酸[21]、硼酸[22]和甲酰胺等[1](表1) ．NOD26能够运输水分和甘油，同时也能运输甲酰胺；烟草(Nicotiana tabacum ) Nt AQP1可同时运输水分和甘油[1]；豌豆(Pisum sativum ) Ps NIP1是水甘油通道，而Ps PIP1;1可能运输甘油和甘氨酸[16]．3．2参与光合作用

有证据显示植物AQP 参与CO 2的跨膜运动，进而影响光合作用．Uehlein 等[20]研究发现，烟草植物Nt AQP1参与CO 2的膜运输，并在光合作用和气孔开放中具有重要功能．Nt AQP1过量表达能提高植株对CO 2和水的通透性，促进叶片生长．Flexas 等[23]研究证实，烟草植物Nt AQP1可介导CO 2在叶肉内运输．与野生型烟草相比，Nt AQP1过量表达植株对叶肉细胞CO 2的导度提高20%、光合作用速率提高20%．在同样条件下，转反义Nt AQP1植株叶肉细胞对CO 2的导度和光合作用速率比野生型烟草分别下降13%和30%．

3．3参与氮代谢

AQP 运输尿素和NH 3等含氮小分子对于植物氮代谢具有重要作用[5]．一些水孔蛋白基因的表达依赖于含N 化合物，如硝酸盐强烈地诱导玉米(Zea mays ) ZmPIP1;5b 的表达，长期的N 饥饿或者短期的NH 4+供给诱导AtTIP2;1的表达[1]．Liu 等[18]研究表明，N 素缺乏(不供应尿素) 时拟南芥AtTIP2;1、AtTIP1;1、AtTIP1;2和AtTIP4;1在根部的表达上调. 3．4参与硅和硼的代谢

Dordas 等[24]最先报道南瓜根细胞质膜微囊对硼酸的通透性较微粒体膜高6倍，且受HgC12部分抑制．进一步试验表明，PIP1的表达可促进硼的

吸收．Takano 等[22]研究表明，AtNIP5;1在爪蟾卵母细胞中表达后，细胞膜对硼酸的通透性增加5～9倍，当培养基中硼酸缺乏时，AtNIP5;1的转录显著上调．T-DNA 插入突变的研究表明，AtNIP5;1突变株在硼缺乏情况下不能正常生长，只有当外界硼酸浓度不低于30μmo1/L时，突变株表型才正常．另外，Ma 等[21]报道，控制水稻(Oryza sativa ) 硅积累的基因Lsi1和Lsi2，分别控制硅的流入和流出，它们均属于AQP 基因家族(其中Lsi1又被命名为OsNIP2;1) ，从而特异性地调控根对硅的吸收．最近，Mitani 等[25]进一步研究发现，玉米和大麦根中也存在Lsi2基因，当外源供应Si 时Lsi2基因的表达下调，并发现8种大麦品种根系吸收Si 的能力与其Lsi2的表达水平呈显著正相关．

3．5参与开花生理

AQP 参与植物的花药开裂、花粉识别、花粉萌发和花朵开放[9]．Bots 等[26]利用NtPIP2基因的RNA 干扰技术研究表明，NtPIP2的表达为花药发育所必需，RNAi 植株花药脱水减慢，花药开裂延迟．Ma 等[27]发现，月季(Rosa hybrida ) RhPIP2;1参与乙烯诱导的花朵开放，RhPIP2;1在花瓣表皮细胞中高度表达，其表达量在花朵盛开前期随开放进程逐渐升高，达到盛开后迅速下降．外源乙烯处理可显著降低RhPIP2;1的表达，而1-MCP 处理可提高其表达，表明RhPIP2;1基因在月季花瓣伸长中起着重要作用．

3．6参与果实的发育与成熟、种子的成熟与萌发棉花(Gossypium hirsutum ) GhAQP1主要在胚珠中表达，在开花后9天的胚珠中表达量最高，表明其表达不仅具有组织特异性，而且受到胚珠发育调节[28]．对多种植物种子成熟与萌发过程的研究表明，α-TIP 为种子所特有，在蛋白质贮藏囊泡中表达，并在种子萌发及幼苗初期消失[9]．豌豆PsPIP1;1、PsPIP2;1和PsTIP1;1在萌发种子中表达，而未见PsNIP -1的转录；在成熟干种子中，仅见PsPIP1;1的大量转录，而未探测到PsPIP2;1、PsTIP1;1和PsNIP -1的转录，推测PsPIP1;1可能参与种子吸水萌发过程[16]．

3．7参与气孔的运动

一些研究表明AQP 可能参与气孔的运动．蚕豆(Vicia faba ) BBAQ1在蚕豆保卫细胞中特异表达，而在其他表皮细胞中几乎不表达[29]．菠菜SoPIP1;1也是定位于保卫细胞上[14]．向日葵(Helianthus annuus ) 叶片保卫细胞中SunTIP7的转录丰度存在

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生物化学与生物物理进展昼夜变化，夜晚气孔关闭时达到峰值，意味着SunTIP7在保卫细胞水分流出中起着重要作用[15]．不过，AQP 在气孔运动的作用机制目前尚不是很清楚，值得进一步研究．

植物AQP 的调控

4．1

AQP 的活性调控

大量研究表明，植物AQP 的活性受到门控

(gating，即水通道开关) 的调控[1,13]，调控方式涉及AQP 的磷酸化、异聚化、糖基化和甲基化等以及细胞环境的质子梯度(pH)、Ca 2+、活性氧和细胞渗透压等．

4．1．1磷酸化调控．磷酸化是AQP 活性门控调节的一种重要方式，活体试验、质谱分析及免疫检测均表明植物AQP 的PIP 、TIP 和NIP 等亚类都能够被磷酸化．植物AQP 的磷酸化主要发生于N 端或C 端的丝氨酸(Ser)，某些PIP2的C 端还具有多个磷酸化位点，且一个特异位点的磷酸化是相邻位点磷酸化所必需的[12]．所有植物PIPs 的B 环有一个保守的磷酸化位点[13]．菠菜叶片So PIP2;1、大豆(Glycine max ) 根瘤Gm NOD26和菜豆(Phaseolus vulgaris ) 种子Pv TIP3;1等3种不同类型AQP 的磷酸化门控机制均涉及蛋白激酶和蛋白磷酸酶的参与[12]．许多研究表明，钙依赖蛋白激酶(calcium-dependent protein kinase ，CDPK) 可通过磷酸化作用调控AQP [1]．AQP 磷酸化可受到环境胁迫的影响．大豆NOD26的C 端磷酸化受到水分胁迫和盐胁迫的促进，并通过NOD26的磷酸化作用提高膜的导水性，从而在胁迫条件下起到快速的渗透调节作用[30]．Azad 等[31]研究表明，当温度降至5℃时，郁金香花瓣质膜AQP 去磷酸化，水通道失活，并进一步引起花瓣的关闭．而温度升高至20℃后，去磷酸化的质膜AQP 又重新磷酸化，水通道活性恢复，花瓣开放．

4．1．2异聚化作用(heteromerization)．AQP 单体发生异聚化也可调控AQP 活性．含羞草(Mimosa pudica ) Mp PIP1;1缺乏水通道活性，而Mp PIP2;1具有水通道活性，但当Mp PIP1;1与Mp PIP2;1共表达时，Mp PIP1;1的Ser131磷酸化可提高Mp PIP2;1的水通道活性．免疫沉淀分析表明，Mp PIP1;1直接与Mp PIP2;1形成复合物进而影响水通道活性[32]．另外，Fetter 等[33]研究表明，玉米Zm PIP1s 和不同Zm PIP2s 在爪蟾卵母细胞中共表达时，两类AQP 也可形成异聚体．荧光共振能量转移(FRET)技术

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进一步证实，玉米原生质体中共表达PIP1s 和PIP2s 是通过直接互作形成异源四聚体来提高PIP1的水分通透性[34]．

4．1．3糖基化和甲基化作用．植物AQP 转录后调控除了磷酸化之外，AQP 的糖基化和甲基化作用也可调节活性．Vera 等[35]运用免疫荧光标记证实，甘露醇诱导的渗透胁迫可导致冰草(Mesembryanthemum crystallinum ) Mc TIP1;2在液泡膜上重新分布，并发现Mc TIP1;2的重新分布涉及它的糖基化和cAMP-依赖的信号转导．另外，Santoni 等[36]发现，在拟南芥At PIP2的N 端上有两个甲基化位点Lys 和Glu ，前者发生双甲基化，后者是单甲基化，并且这两个相邻的甲基化位点相互影响，但这些修饰似乎对At PIP2的水通透性没有影响，是否对AQP 的亚细胞定位起阻碍作用则需要进一步研究[9]．

4．1．4Ca 2+的调控．Caba 觡ero 等[37]研究发现，当辣椒(Capsicum annuum ) 处于Ca 2+饥饿状态时，AQP 无活性，逐渐增加Ca 2+浓度，AQP 活性随之增加，加入Ca 2+通道阻塞剂(verapamil)后，AQP 又失去活性，表明Ca 2+与AQP 活性关系密切．Ca 2+对AQP 活性的调节主要是通过CDPK 实现[1]．T 觟rnroth-Horsefield 等[13]研究表明，So PIP2;1的N 端邻近两个保守的酸性氨基酸残基Asp 28和Glu 31处有结合Ca 2+的位点，可能在AQP 的门控中起作用．4．1．5pH 的调控．对拟南芥质膜和甜菜根系液泡膜的研究发现，两者的水分运输均受到pH 的可逆抑制．拟南芥PIP 亚类对胞质pH 都很敏感，而对pH 敏感的His 残基位于PIPs 的D 环胞内部分[9]．So PIP2;1的高分辨结构进一步揭示其D 环在依赖于pH 的门控中起着关键作用．在细胞质低pH 时，So PIP2;1位于D 环上的His193残基被质子化，His 残基侧链的旋转使它与Asp28残基之间形成盐桥．在此模式下，AQP 的胞质一侧由D 环以及Leu197、Pro195和Val194残基组成一个疏水区有效地阻塞水通道[13]．

4．1．6活性氧的调控．H 2O 2在生物体内不仅是活性氧的来源，也是重要的信号分子．Henzler 等[38]研究表明，外源H 2O 2经Fenton 反应生成的羟自由基(·OH) ，可直接氧化珊瑚轮藻(Chara corallina ) 节间细胞AQP 或者间接地氧化膜脂形成次级自由基而对AQP 活性起着调控作用．另外，Ye 等[39]研究发现，用含H 2O 2溶液处理玉米根可降低其AQP 水通透性，而除去介质中H 2O 2后则可逆恢复AQP 水

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通透性，进一步证实活性氧可通过AQP 的氧化门控(oxidativegating) 方式来调控其水通道活性．4．1．7渗透压的调控．溶质高浓度时的内聚力和渗透压不仅是水分运输的驱动力，还可对AQP 进行门控[9]．Ye 等[40]借助细胞压力探针技术研究表明，珊瑚轮藻AQP 水通道活性随着溶质浓度的升高和溶质分子质量的增大而降低．这一现象可用内聚力-张力模型来解释：存在于膜一侧的溶质因其浓度和分子大小不同而不同程度地被排斥在AQP 水通道之外，造成水通道内张力(负压) 形成，最终导致AQP 分子结构发生异常变化(扭曲或坍塌) 而关闭．4．2

AQP 的表达调控

植物AQP 的表达受到环境条件和植物激素的

调节．已知，干旱、高盐、低温和营养亏缺等环境胁迫及脱落酸(ABA)、赤霉素(GA)、乙烯等植物激素均可调控AQP 的表达．AQP 表达对环境胁迫的响应非常复杂，一方面，不同种类的AQP 在同一种胁迫条件下存在不同的表达模式，另一方面，相同植物的同一类AQP 在不同部位或所受到的胁迫程度不同时其表达方式也显著不同[1]．

4．2．1水分胁迫．水分胁迫既可诱导AQP 的表达，也可抑制AQP 的表达．Jang 等[41]检测250mmo1/L甘露醇胁迫下拟南芥根中PIPs 的表达结果发现，PIP1;3、PIP1;4、PIP2;1和PIP2;5被上调，而PIP1;5、PIP2; 2、PIP2; 3和PIP2; 4被下调．另外，Martre 等[42]研究表明，PIP1和PIP2双反义拟南芥植株的PIP1和PIP2表达均减少，并对水分亏缺显著缺乏适应能力．复水期间转基因植株叶片萎蔫的恢复要慢于对照植物，而且转基因植株叶片的水势显著低于对照植物. 最近, Li 等[6]研究表明, 15%PEG 6000处理使得水稻根中OsTIP1;1, OsTIP1;2和OsTIP4;1的表达上调，OsTIP4;3的表达则受到抑制．

4．2．2盐胁迫．盐胁迫可降低根的水分输导能力．Zhu 等[43]研究表明，200mmo1/LNaCl 盐胁迫处理24h 后可抑制玉米ZmPIPs 和ZmTIPs 的表达，且叶片含水量快速、持续下降．Li 等[6]最近研究表明，150mmo1/LNaCl 处理可诱导水稻根中OsTIP1;1, OsTIP1;2，OsTIP2;2和OsTIP4;3的表达，其中OsTIP1;1和OsTIP1;2上调达3～12倍．迄今，盐胁迫对AQP 的表达调控研究主要集中在PIPs 和TIPs 等亚类，并推测PIPs 与TIPs 可能通过转录调节协同微调水分的跨膜运输，进而维持盐胁迫和高渗条件下的水分平衡[6,44]．

4．2．3植物激素．ABA 是逆境胁迫的信号传递分子，许多对逆境响应的AQP 基因同时也受到外源ABA 的调节．已知外源ABA 可增强向日葵、大麦、高粱和玉米等许多植物根的水分输导能力[44]．Li 等[6]新近研究表明，100μmo1/L外源ABA 处理诱导水稻根和地上部分其OsTIP1;1、OsTIP1;2和OsTIP4;1的表达增加，OsTIP4;3的表达则下调．植物AQP 的表达也受到GA 和乙烯的调控．Sun 等[45]研究发现，水稻RWC3基因(一种AQP 基因) 的启动子区域具有受GA 调控的顺式作用元件CCTTTTCCTTTT 和TAACAG ，GA 处理可提高RWC3启动子::GUS 转基因水稻的GUS 活性，且GA 合成抑制剂处理也可抑制GUS 活性，表明GA 很可能直接调控RWC3的表达．另外，Ma 等[27]发现，乙烯对月季花朵开放的影响与质膜RhPIP2;1的表达变化存在关联．最近，Li 等[46]进一步研究表明，GA 3可增加月季RhPIP2;1的启动子活性，并认为GA 和乙烯均可能通过该区域调控该基因表达，该启动子能够响应植物发育过程激素和环境胁迫的调控．

5结语与展望

近年有关植物AQP 的大量研究，使人们对其在植物水分运输及其他生理过程中的作用与分子机制有了更深入的认识．植物AQP 既可运输水分也可运输许多其他小分子物质，并在光合作用、矿质营养、气孔调节、种子萌发、开花生理、果实发育以及环境应答等过程中都具有十分重要的意义．值得指出的是，AQP 种类繁多，且在不同细胞、组织及器官中的表达也存在差异，功能也不尽相同．为此，有必要进一步研究AQP 更多的生理功能，并将AQP 的表达定位与其生理功能联系起来．另外，把细胞水平和分子水平上获知的AQP 运输选择性及其活性调控机制尽可能整合到植物生理过程的整体水平研究中，同时通过探求AQP 与膜上其他转运蛋白的密切关系以及AQP 活性调节的信号转导通路等，进而更深入、系统地研究和阐明AQP 在植物生长发育过程中的作用机制．

参

考

文

献

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Advances in Plant Aquaporins *

LI Hong-Mei, WAN Xiao-Rong, HE Sheng-Gen **

(College of Life Sciences, Zhongkai University of Agriculture and Engineering, Guangzhou 510225, China)

Abstract Aquaporins (AQP),abundant in diversity, are the member of the major intrinsic proteins (MIPs)family with extraordinary ability to transport water, and thus, play important roles in modulation of water relations in plants. The recent advances in classification, structural characteristics, and physiological functions during plant growth and development as well as the various regulation modes of the activity and the effects of several abiotic stresses (waterstress and salt stress) and phytohormones (ABA,GA and ethylene) on the gene expression of AQP were reviewed.

Key words aquaporin, structure characteristic, water transportation, activity regulation, gene expression DOI:10.3724/SP.J.1206.2009.00295

*Thiswork was supported by grants from The National Natural Science Foundation of China (30771519,30800077), The Project Sponsored by the Scientific Research Foundation for The Returned Overseas Chinese Scholars, State Education Ministry(2007-1108),and The Key Project of the Natural Science Foundation of Guangdong Province ([**************]2).**Correspondingauthor.

Tel:86-20-89013226, E-mail:[email protected]:May 6, 2009

Accepted:November 19, 2009